Filaria- skin snip

Skin snip- provtagning och diagnostik av Onchocerciasis

Bakgrund

Parasitsjukdomen onchocerciasis finns i Väst- och Centralafrika, Syd- och Centralamerika och på den arabiska halvön.
Onchocerca volvolus är en nematod som smittar människa via ett knott, Simulium. De 30-50 cm långa vuxna maskarna, makrofilarierna, lägger sig subkutant i palpabla fibrösa noduli, onchocercom. Dessa kan excideras kirurgiskt i terapeutiskt syfte, men diagnos ställs genom att påvisa larver, mikrofilarier, i en speciell typ av hudbiopsi, en sk ”skin snip”.
De 0,3 mm långa mikrofilarierna produceras i miljontal under honmaskens ca 10-åriga livstid och migrerar till hud, subkutis och ögon. De ger upphov till klåda, förgrovning av huden, subkutan fibros och så småningom en depigmentering som resulterar i den typiskt leopardmönstrade huden. Hela huden kan i princip drabbas, men hos patienter från Afrika är höftregionen och benen vanligast medan patienter från Latinamerika oftare har symtom från skulderpartiet och huvudet.
I ögats främre kammare och kornea kan mikrofilarier ses med spaltmikroskop. De påföljande inflammatoriska reaktionerna med keratit, iridocyklit och chorioretinit utgör sjukdomens allvarligaste komplikationer och leder efter mångårig infektion till blindhet.

Provtagning och analys

Provtagning skall ske från huden över skulderbladen, höftbenskammen och vaderna samt från andra områden av huden där patienten har symtom.

1) Tag en ca 1 mm djup ”skin snip” genom att lyfta upp huden med en nål och skär av en ytlig bit, ca 2 x 2 mm, med ett skalpellblad. Var noga med att inte orsaka blödning – använd alltså EJ en vanlig stansbiopsi – och lägg EJ lokalbedövning som påverkar mikrofilariernas rörlighet. Tag flera ”skin snip”, minst 6 st.

2) Placera ”skin snip”-provet på ett objektsglas, tillsätt en droppe NaCl och lägg på ett täckglas. Observera att provet ej får torka ut- placera objektsglaset exempelvis i en Petri-skål med lock.

3) Undersök provet efter 30 min- 3 timmar i mikroskop med låg förstoring (10x eller 40x-objektiv) för mikrofilarier som ses aktivt röra sig ut ur hudbiten. Om mikrofilarier ej påvisas vid en första analys rekommenderas förnyad undersökning nästa dag. Provet bör då förvaras under natten i inkubator i 37 C eller i rumstemperatur och åtgärder vidtagas för att förhindra intorkning.

 

 

4) Om provet ej kan undersökas direkt på mottagningen rekommenderas transport i ett litet sterilt rör med en mindre mängd NaCl så det täcker provmaterialet och förhindrar intorkning. Provet ska förvaras i rumstemperatur och bör nå parasitologiskt laboratorium snarast möjligt. Förvarna personal på laboratoriet om att analys av ”skin snip”-prov kommer att begäras i anslutning till att proven tages.

5) Vid fynd av mikrofilarier görs Giemsa-färgning för artbestämning.

 

Tolkning av resultat

Falskt negativa svar kan bero på felaktigt valt provtagningsställe. När mikrofilarierna dör efter 0.5- 2 år orsakar de kraftig klåda, varför provtagning från hudpartier med klåda kan ge falskt negativt utslag då mikrofilarierna där ej längre är rörliga. Det är således av vikt att ta ”skin snip” från de angivna standardiserade lokalerna.

Det är viktigt att göra artbestämning vid mikroskoperingen. Förutom mikrofilarier från de klassiska blodfilarioserna kan två andra mikrofilarier återfinnas i huden:

* Mansonella streptocerca vars mikrofilarier rör sig långsammare än O. volvolus och har en typisk krokform. Streptocerciasis finns i Väst- och Centralafrika och förorsakar en kliande dermatit framför allt över bål- och skulderregionen.

Mansonella ozzardi finns i Karibien och Syd- och Centralamerika och kan bl.a. ge upphov till kliande hudförändringar. Mikrofilarierna är korta med en lång smal svans och kan ses i hud och subkutan vävnad men även i perifert blod.

 

 

 

 

Referenser

 

Bench aids for the diagnosis of filarial infections. World Health Organization 1997, Geneva, Switzerland.

 

Whitworth J. Diagnosis of onchocerciasis. In: Cox FEG, Kreier JP, Wakelin D, editors. Topley & Wilson’s Microbiology and microbial infections, volume 5 Parasitology, 9th ed. London: Arnold; 1998. p 628-629.

 

 

 

 20160925